8:00 - 15:00

ساعات کار شنبه – پنجشنبه

031-32358588

برای مشاوره با ما تماس بگیرید

اینستاگرام

تلگرام

جستجو
مشاوره با کارشناس
لوگو
لوگوی موبایل
۱۹ مهر
0 نظر

کیفیت مرکبات سبز زدایی شده با اتیلن پس از برداشت

ارسال توسط دانش تدبیر برنا
در مقالات علمی و آموزشی درباره سردخانه ها

رنگ بیرونی یکی از عوامل کلیدی در تعیین کیفیت ظاهری میوه‌های مرکبات است. سبززدایی با استفاده از تیمار پس از برداشت و در معرض قرار دادن میوه به اتیلن خارجی، روشی رایج برای بهبود توسعه رنگ بیرونی میوه‌های مرکبات محسوب می‌شود، به‌ویژه در ارقامی که در حالی به بلوغ داخلی می‌رسند که رنگ پوست بیرونی آن‌ها همچنان سبز است. اتیلن نقش بسیار مهمی در تغییر رنگ میوه‌های مرکبات ایفا می‌کند، زیرا دو فرایند هم‌زمان اما مستقل را القا می‌نماید: تجزیه کلروفیل و سنتز کاروتنوئید. با این حال، علاوه بر تأثیر این تیمار بر توسعه رنگ پوست، آگاهی از این موضوع اهمیت دارد که آیا این فرآیند می‌تواند به‌طور منفی بر سایر شاخص‌های کیفیت میوه تأثیر بگذارد یا خیر. این فصل به بررسی تأثیر تیمار سبززدایی پس از برداشت بر کیفیت فیزیکوشیمیایی، تغذیه‌ای و حسی میوه‌های مرکبات می‌پردازد.

نویسندگان:

جولیا مورالس . لوردس سرورا . پیلار ناوارو . الخاندرا سالوادور*
موسسه تحقیقات کشاورزی والنسیا، مونکادا، والنسیا، اسپانیا

۱. مقدمه

رنگ ظاهری میوه‌های مرکبات یکی از ویژگی‌های مهم کیفیتی است که برای بازار تازه‌خوری باید مورد توجه قرار گیرد. مصرف‌کنندگان، میوه باکیفیت را با رنگ پوست نارنجی روشن و شاخص آن مرتبط می‌دانند، در حالی که پوست متمایل به سبز را نشانه‌ی نارس بودن میوه تلقی می‌کنند [1].

در میوه‌های مرکبات، تغییر رنگ نه تنها نیازمند دمای شبانه نزدیک به ۱۲ درجه سانتی‌گراد است، بلکه به اختلاف محسوس بین دمای روز و شب نیز وابسته است. در دمای ۱۲ درجه سانتی‌گراد، بیان ژن‌های کلیدی مسیر بیوسنتز کاروتنوئید تحریک می‌شود که این امر موجب افزایش غلظت کاروتنوئیدها و زانتوفیل‌ها می‌گردد [2]. با این حال، در کشورهای گرمسیری که دمای شب سرد وجود ندارد، مرکبات به کیفیت داخلی قابل قبول می‌رسند بدون آنکه رنگ نارنجی مشخصه را نشان دهند، و میوه در حالی مصرف می‌شود که پوست آن متمایل به سبز-زرد است.

در مناطق مدیترانه‌ای تولید مرکبات، ارقام زودرس، به‌ویژه نارنگی‌ها و پرتقال‌ها، پیش از تکمیل تغییر رنگ بیرونی به بلوغ داخلی می‌رسند. در چنین مواردی، تیمار سبززدایی با کاربرد اتیلن خارجی یک روش رایج پس از برداشت است که برای بهبود رنگ بیرونی میوه انجام می‌شود و این امر به پذیرش آن‌ها در بازار و افزایش طول دوره بازاریابی کمک می‌کند. علاوه بر این، در میوه‌های مرکبات رسیده که پس از شکست رنگ برداشت می‌شوند، گزارش شده است که اتیلن خارجی می‌تواند بروز برخی اختلالات فیزیولوژیکی مهم پس از برداشت مانند حفره‌دار شدن پوست غیر ناشی از سرما یا آسیب سرمایی را کاهش دهد [3، 4]. این اختلالات به صورت آسیب پوستی ظاهر می‌شوند و همچنین با شیوع بیماری ناشی از Penicillium digitatum همراه‌اند، بدون آنکه خواص ارگانولپتیکی میوه را به طور منفی تحت تأثیر قرار دهند [3، 5].

تیمار سبززدایی که برای بهبود رنگ بیرونی میوه‌های مرکبات به کار می‌رود، شامل قرار دادن میوه در معرض غلظت‌های پایین اتیلن است [6]. با این حال، علاوه بر غلظت اتیلن، عوامل مهم دیگری مانند دما، رطوبت، دی‌اکسیدکربن (CO₂) و اکسیژن موجود در اتمسفر نیز در طی فرآیند تغییر رنگ نقش دارند. کنترل دقیق همه این عوامل و نیز مدت زمان فرآیند از الزامات دستیابی به رنگ بیرونی مطلوب است، بدون آنکه واکنش‌های ناخواسته مرتبط با اختلالات فیزیولوژیکی یا تغییرات حسی که می‌توانند کیفیت میوه را در طول عمر انباری آن کاهش دهند، ایجاد شود.

این فصل به توصیف پارامترهای دخیل در فرآیند سبززدایی و تأثیر آن بر کیفیت بیرونی و داخلی میوه می‌پردازد.

۲. عوامل دخیل در فرآیند سبززدایی پس از برداشت

در میوه‌های کلایمکتریک، اتیلن نقش کلیدی در کنترل تغییرات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی مرتبط با رسیدن ایفا می‌کند؛ از جمله شکست رنگ، نرم شدن بافت و تجمع قندها، اسیدها، ترکیبات فرّار معطر و ویتامین‌ها [7]. در مقابل، میوه‌های مرکبات غیرکلایمکتریک هستند و رسیدن طبیعی آن‌ها با افزایش تنفس و تولید اتیلن همراه نیست [8]. با این حال، قرارگیری در معرض اتیلن خارجی نشان داده است که می‌تواند فرآیندهای مختلف مرتبط با رسیدن را در بافت پوست مرکبات تحریک کند، از جمله تجزیه رنگدانه‌های سبز کلروفیل و تجمع کاروتنوئیدهای نارنجی/زرد. اتیلن خارجی فعالیت و بیان ژن کلروفیلاز و همچنین سایر ژن‌های دخیل در تجزیه کلروفیل را افزایش می‌دهد [9، 10]. علاوه بر این، اتیلن بیوسنتز کلروفیل را با سرکوب بیان ژن Mg-chelatase و بیشتر ژن‌های دخیل در فتوسنتز و بیوژنز کلروپلاست کاهش می‌دهد [11]. اتیلن همچنین رونویسی ژن‌های بیوسنتزی کاروتنوئید را در پوست میوه‌های مرکبات تحریک می‌کند که همزمان با تبدیل کلروپلاست به کروموپلاست و تجمع زانتوفیل‌ها و کاروتنوئیدها است [11، 12]. بنابراین، تیمار سبززدایی با استفاده از اتیلن خارجی یک روش متداول پس از برداشت است که برای بهبود رنگ ظاهری مرکبات، به‌ویژه در ارقامی که در حالی به بلوغ داخلی می‌رسند که رنگ پوست هنوز سبز است، به‌کار می‌رود [12، 13].

سبززدایی تجاری پس از برداشت معمولاً در سردخانه‌های بسته‌بندی انجام می‌شود، به‌ویژه در اتاقک‌هایی با دمای کنترل‌شده که به تزریق‌کننده‌های خودکار برای تأمین غلظت مناسب اتیلن مجهز هستند. غلظت اعمال‌شده‌ی اتیلن پایین است، در حدود ۱ تا ۵ ppm [14، 15]. این غلظت برای ایجاد تغییر رنگ کافی است و گزارش شده است که افزایش بیشتر غلظت اتیلن تأثیر قابل‌توجهی در بهبود رنگ پوست یا کاهش زمان سبززدایی ندارد [16]. قرار دادن میوه‌های مرکبات در غلظت‌های بالاتر اتیلن می‌تواند اثرات نامطلوبی همچون شتاب گرفتن پیری میوه ایجاد کند. بنابراین، لازم است سطح اتیلن در طول فرآیند به‌طور مداوم کنترل شود تا غلظت آن برای سبززدایی مناسب و بدون آسیب به کیفیت حفظ گردد.

دما عامل تعیین‌کننده در تکامل رنگ طی فرآیند سبززدایی با اتیلن است. دما به شدت بر تجزیه کلروفیل و سنتز کاروتنوئید اثر می‌گذارد. دماهای بالا در حدود ۳۰ درجه سانتی‌گراد منجر به تجزیه سریع کلروفیل می‌شوند اما تجمع کاروتنوئیدها را به تأخیر می‌اندازند. در مقابل، دما در محدوده ۱۸ تا ۲۰ درجه سانتی‌گراد شرایط مطلوب‌تری برای تجمع بیشتر کاروتنوئید فراهم می‌کند، هرچند تجزیه کلروفیل کندتر است. دماهای بسیار پایین (حدود ۵ درجه سانتی‌گراد) می‌توانند تجمع کاروتنوئید را مهار کرده و ترکیب آن را در فلاودو تحت تأثیر قرار دهند [17]. در اسپانیا، نارنگی‌ها تحت تیمار سبززدایی در ۱۸–۲۱ درجه سانتی‌گراد قرار می‌گیرند، در حالی که پرتقال‌ها در دمای کمی بالاتر ۲۰–۲۲ درجه سانتی‌گراد تیمار می‌شوند [18]. اما لیموها در دمای ۲۵–۳۰ درجه سانتی‌گراد سبززدایی می‌شوند [19]. به همین ترتیب، در اسرائیل و کالیفرنیا، نارنگی‌ها و پرتقال‌ها در دمای ۲۰–۲۵ درجه سانتی‌گراد و در فلوریدا، بیشتر مرکبات تجاری در دمای نسبتاً بالای ۲۸–۲۹ درجه سانتی‌گراد سبززدایی می‌شوند [20–23].

عامل مهم دیگر در فرآیند سبززدایی، مدت زمان لازم برای رسیدن به رنگ مطلوب میوه است که به‌شدت به رقم و رنگ اولیه میوه وابسته است؛ عواملی که خود تحت تأثیر بلوغ میوه و شرایط باغ هستند [18]. رنگ پوست مرکبات با مدت زمان قرارگیری در معرض اتیلن در طول سبززدایی افزایش می‌یابد. با این حال، اثرات منفی ناشی از اتیلن نیز هرچه مدت زمان تیمار طولانی‌تر باشد، شدیدتر می‌شوند. بنابراین، مدت زمان تماس میوه با اتیلن باید تا حد امکان کوتاه باشد و شرایط بهینه دما، غلظت اتیلن، رطوبت و تهویه اعمال شود. توصیه می‌شود که مدت تیمار از ۷۲–۹۶ ساعت تجاوز نکند تا از بروز اختلالات پوستی در طول عرضه تجاری بعدی جلوگیری شود [24]. امروزه دستگاه‌های سورتینگ رنگی که با سلول‌های فوتوالکتریک در خطوط بسته‌بندی کار می‌کنند، امکان جداسازی میوه‌ها بر اساس رنگ اولیه و تنظیم مدت زمان تیمار سبززدایی را فراهم می‌کنند تا از مواجهه بیش از حد با اتیلن جلوگیری شود. باید توجه داشت که تکامل رنگ میوه پس از انتقال از اتاق‌های اتیلن به شرایط بازاریابی همچنان ادامه می‌یابد [6]. با این حال، دمایی که میوه پس از سبززدایی در معرض آن قرار می‌گیرد، عامل کلیدی در تغییر رنگ بعدی است. در صورتی که دما در هنگام حمل‌ونقل پایین باشد، توسعه رنگ محدود خواهد شد [25]. ترکیب دوره‌های با اتیلن و بدون اتیلن به‌طور موفقیت‌آمیزی در ایجاد تغییر رنگ مطلوب در نارنگی‌ها و پرتقال‌ها به‌کار گرفته شده و مدت زمان بهینه تماس با اتیلن با در نظر گرفتن رنگ در زمان برداشت و شرایط بازاریابی بعدی برآورد شده است [6]. علاوه بر این، تغییر رنگ میوه طی فرآیند سبززدایی به‌شدت به رقم وابسته است [6، 24، 26].

قرارگیری میوه‌ها در معرض اتیلن موجب افزایش نرخ تنفس آن‌ها در اتاقک‌های سبززدایی می‌شود [27]. CO₂ به‌عنوان پادکننده اتیلن شناخته می‌شود که در غلظت‌های بالا اثر اتیلن را مهار کرده و فرآیند تغییر رنگ را به تأخیر می‌اندازد. بنابراین، اتاقک‌های سبززدایی باید به حسگرهای خاص CO₂ مجهز باشند تا غلظت آن به‌طور مداوم پایش شود. سطح CO₂ باید کمتر از ۰/۱۵–۰/۲٪ حفظ شود تا سبززدایی به‌درستی انجام گیرد. سطوح بالای CO₂ در اتمسفر می‌تواند موجب تولید استالدهید و اتانول شود که خطر ایجاد طعم‌های نامطلوب در میوه را به همراه دارد [20]. غلظت اکسیژن باید بالای ۲۰٪ باقی بماند، زیرا علاوه بر نقش آن در فعالیت تنفسی، اکسیژن برای تجزیه کلروفیل و بیوسنتز کاروتنوئید نیز ضروری است. بنابراین، تهویه مناسب برای تأمین اکسیژن و حذف تجمع CO₂ در اتاقک‌های سبززدایی اهمیت دارد. افزون بر این، در طول تیمار سبززدایی، حفظ رطوبت نسبی در حدود ۹۵٪ مطلوب است تا نتایج رضایت‌بخش در تغییر رنگ پوست حاصل شود و از کم‌آبی میوه و تغییرات پوستی جلوگیری گردد [28].

۳. اختلالات فیزیولوژیکی

علاوه بر مزایایی که کاربرد اتیلن خارجی طی تیمار سبززدایی برای بهبود رنگ‌آمیزی میوه فراهم می‌کند، در صورتی که این فرآیند به‌درستی انجام نشود می‌تواند منجر به تغییرات فیزیولوژیکی در میوه گردد.

اثرات منفی ناشی از قرار گرفتن میوه در معرض اتیلن خارجی عمدتاً به تسریع فرآیند پیری مربوط می‌شود که می‌تواند به کاهش شدید کیفیت و کوتاه شدن عمر انباری منجر شود [26، 29]. این اثرات نامطلوب بیشتر به غلظت و مدت زمان مواجهه میوه با اتیلن بستگی دارند، اما شرایط اتمسفری همچون رطوبت پایین، دمای بیش از حد و غلظت بالای CO₂ نیز نقش مهمی دارند. بروز این تغییرات همچنین به رقم، شرایط پیش از برداشت و نوع تیمار پس از برداشت وابسته است. در بسیاری از موارد، این اختلالات بلافاصله پس از فرآیند سبززدایی ظاهر نمی‌شوند، بلکه در طول نگهداری و تا زمان عرضه در بازار نمایان می‌گردند [16]. باید توجه ویژه‌ای داشت زمانی که میوه‌ها قرار است در دماهای پایین حمل شوند (مانند صادرات به کشورهایی با الزامات قرنطینه‌ای)، چراکه دماهای پایین پس از سبززدایی می‌توانند بروز این تغییرات را تسریع کنند. بنابراین، برای جلوگیری از بروز اختلالات احتمالی در میوه، تیمار باید با دقت کامل و با در نظر گرفتن همه عوامل دخیل در فرآیند و نیز شرایطی که میوه پس از سبززدایی در معرض آن قرار می‌گیرد، انجام شود.

شایع‌ترین اختلالات فیزیولوژیکی مرتبط با تیمار نادرست سبززدایی در ادامه توضیح داده می‌شوند:

۳.۱. پیری کاسبرگ (Calyx senescence)

ریزش و قهوه‌ای شدن کاسبرگ از مهم‌ترین اختلالات فیزیولوژیکی مرتبط با سبززدایی نادرست هستند (شکل ۱). تازه ماندن کاسبرگ در طول دوره پس از برداشت مرکبات یک معیار کیفی مهم است، زیرا میوه‌ها از نظر تجاری جذاب‌تر به نظر می‌رسند و همچنین کاسبرگ از میوه در برابر عفونت قارچی پس از جدا شدن محافظت می‌کند [30].

شکل ۱.
پیری کاسبرگ. قهوه‌ای شدن و ریزش کاسبرگ.

اتیلن یک هورمون گیاهی است که ریزش اندام‌ها و پیری بافت را در میوه‌ها تحریک می‌کند [31]. سطوح پایین اتیلن در اتمسفر (≤0.01 μL/L) این اختلال را طی نگهداری بلندمدت کاهش می‌دهد، و تجمع آن در طی نگهداری سرد با پیری کاسبرگ ارتباط دارد [32].

در طی تیمار سبززدایی، گزارش شده است که کاربرد اتیلن فعالیت هر دو آنزیم پلی‌گالاکتوروناز (PG) و سلولاز (Cx) را افزایش می‌دهد، که موجب قهوه‌ای شدن و ریزش کاسبرگ می‌شوند [33]. بروز پیری کاسبرگ ناشی از سبززدایی عمدتاً به غلظت اتیلن و مدت فرآیند بستگی دارد [26، 30، 34] و همچنین به رقم میوه نیز بسیار وابسته است. به‌عنوان نمونه، نارنگی‌های کلمنتین ‘Marisol’ و ‘Oronules’ نسبت به پیری کاسبرگ حساس‌تر از ‘Clemenpons’ و ‘Clemenules’ هستند [35]. سایر ارقام مرکبات مانند نارنگی ‘Satsuma’ و پرتقال ‘Navelina’ نیز به شدت مستعد پیری کاسبرگ می‌باشند [6، 26]. اگرچه این اختلالات کاسبرگ معمولاً مدتی پس از سبززدایی ظاهر می‌شوند، اما بروز آن‌ها با طول دوره نگهداری پس از تیمار شدت می‌یابد.

تحقیقات بسیاری بر یافتن راهکارهایی برای پیشگیری از پیری کاسبرگ در طی سبززدایی متمرکز شده‌اند. استفاده از اکسین‌ها یکی از روش‌های مؤثر در کنترل این تغییرات است. اکسین مصنوعی ۲٬۴-دی‌کلروفنوکسی‌استیک اسید (2,4-D) به‌طور گسترده به‌عنوان تیماری برای به تأخیر انداختن ریزش، خشکیدگی و قهوه‌ای شدن کاسبرگ گزارش شده است. این اختلالات در نتیجه‌ی قرار گرفتن میوه در معرض اتیلن طی سبززدایی رخ می‌دهند [30، 34، 36]. مکانیزم عمل این اکسین در کاهش فعالیت PG و Cx و افزایش مقدار لیگنین و محتوای آب در پوست میوه است [37]. اگرچه این اکسین به‌طور گسترده استفاده شده و مفید بوده است، اما طبق مقررات اتحادیه اروپا محدود شده است، و همین امر لزوم یافتن اکسین‌های مصنوعی جایگزین را برای جلوگیری از تغییرات فیزیولوژیکی کاسبرگ نشان می‌دهد [33، 35].

کاروالیو و همکاران [35] چهار اکسین مصنوعی (۲٬۴-دی‌کلروفنوکسی‌پروپیونیک اسید (2,4-DP)، ۳٬۵٬۶-تری‌کلرو-۲-پیریدیلوکسی‌استیک اسید (3,5,6-TPA)، ۲٬۴-D ایزوپروپیل‌استر، و ۲٬۴-D-آمین) را برای به تأخیر انداختن اختلالات کاسبرگ ناشی از سبززدایی در ارقام مختلف کلمنتین آزمایش کردند. همه اکسین‌های بررسی‌شده پیری کاسبرگ را کاهش دادند. در همه ارقام، بهترین نتایج با کاربرد 3,5,6-TPA به دست آمد و پس از آن ۲٬۴-D ایزوپروپیل‌استر قرار داشت. در مقابل، تیمار با ۲٬۴-DP تنها در نارنگی ‘Clemenpons’ اثر مثبت در جلوگیری از اختلالات کاسبرگ داشت و این اثر در سایر ارقام مشاهده نشد. اگرچه اکسین‌ها می‌توانند تکامل رنگ را به تأخیر بیندازند، اما در همه ارقام بررسی‌شده از نظر تجاری مشکل‌ساز نبودند زیرا پس از سبززدایی، همه تیمارها شاخص رنگی قابل قبول تجاری داشتند. علاوه بر این، هیچ‌یک از تیمارهای اکسینی کیفیت حسی میوه‌های سبززدایی‌شده را تحت تأثیر قرار نداد.

کاربرد 3,5,6-TPA در غلظت‌های مختلف (۱۰، ۲۰ و ۴۰ ppm) تحت شرایط تجاری سبززدایی روی بسیاری از ارقام به‌خوبی بررسی شده است. هرچه دوز 3,5,6-TPA بیشتر باشد، درصد میوه‌های دارای علائم تغییر کاسبرگ کمتر است [38، 39]. در واقع، امروزه 3,5,6-TPA در صنعت پس از برداشت با دوز ۴۰ ppm به‌کار می‌رود و به‌وسیله دستگاه‌های شستشو (drenchers) اعمال می‌شود [39].

تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی دیگر نیز مانند HF-Calibra® (شرکت SIPCAM INAGRA، اسپانیا) با ماده مؤثره MCPA-thioethyl (S-Ethyl-4-chloro-o-tolyloxythioacetate) در مهم‌ترین ارقام مرکبات زودرس اسپانیا که تحت تیمار سبززدایی قرار گرفتند، در غلظت‌های مختلف (۱۰، ۲۰، ۴۰ و ۶۰ ml/L) آزمایش شده‌اند [26]. این مطالعه نشان داد که این اکسین به کاهش پیری کاسبرگ ناشی از اتیلن خارجی کمک می‌کند. هرچه دوز اعمال‌شده بالاتر باشد، اثر بازدارندگی ریزش کاسبرگ قوی‌تر است.

روش دیگر برای جلوگیری از اثر منفی اتیلن بر پیری کاسبرگ، تیمار سبززدایی با ترکیب دوره‌های مواجهه با اتیلن و بدون اتیلن است. این روش روی نارنگی‌ها و پرتقال‌هایی که از اسپانیا به ایالات متحده صادر می‌شوند، مورد ارزیابی قرار گرفته است [6، 24]. شرایط بهینه فرآیند سبززدایی با توجه به رنگ اولیه خارجی و رقم تعیین شده است [40]. این توصیه‌ها در جدول ۱ ارائه شده‌اند.

شاخص اولیه رنگ مرکبات (CCI = 1000*a/L*b) اتحادیه اروپا آمریکا-ژاپن
ماندارین ها
 پرتقال ها ماندارین ها پرتقال ها
CCI < −13 توصیه نمیشود
−13 > CCI < −5 72 ساعت با اتیلن توصیه نمیشود 48 تا 72 ساعت با اتیلن توصیه نمیشود
−5 > CCI < +3 48 ساعت با اتیلن و 72 ساعت بدون اتیلن 72 ساعت با اتیلن 48 تا 72 ساعت بدون اتیلن 48 تا 72 ساعت با اتیلن
CCI > +3 24 ساعت با اتیلن و 48 ساعت بدون اتیلن 48 ساعت با اتیلن و 72 ساعت بدون اتیلن 24 ساعت بدون اتیلن 24 ساعت با اتیلن و 48 ساعت بدون اتیلن
CCI > +7 رنگ مناسب. درمان سبز زدایی ضروری نیست

جدول ۱.
توصیه‌ها برای تیمار سبززدایی نارنگی‌ها و پرتقال‌های اسپانیایی جهت صادرات به اتحادیه اروپا، ایالات متحده آمریکا یا ژاپن (اقتباس‌شده از Pássaro و همکاران [40]).

اخیراً نشان داده شده است که تیمار با الیگوکیتوزان و کیتوزان (poly-β-(1,4)-D-glucosamine) می‌تواند قهوه‌ای شدن کاسبرگ ناشی از تیمار سبززدایی را کاهش دهد. این اثر به مهار تجزیه پروتوپکتین، سلولز و لیگنین ارتباط داده شده است [33].

۳.۲. اختلالات پوستی

برخی ارقام مرکبات با پوست بسیار نازک، به‌ویژه نارنگی‌ها، ممکن است پس از گذراندن فرآیند سبززدایی، هنگام عبور از خطوط بسته‌بندی دچار علائم کبودی شوند.

این اختلال که معمولاً به نام “پوست گورخری” (zebra skin) شناخته می‌شود، در اثر سایش مکانیکی طی برس‌زنی یا غلتش میوه در ناحیه استوایی ایجاد می‌گردد؛ سلول‌ها در این بخش تیره می‌شوند و رگه‌های نکروزی در مرکز پره‌های میوه ظاهر می‌شود (شکل ۲) [41]. این اختلال ممکن است در میوه‌های سبززدایی‌نشده نیز مشاهده شود، اما تیمار سبززدایی حساسیت به کبودی را افزایش می‌دهد.

وقتی تیمار سبززدایی در شرایط رطوبت پایین، دمای بالا، غلظت بالای CO₂ و مدت‌زمان طولانی قرارگیری در معرض اتیلن انجام گیرد، حساسیت میوه‌ها به بروز علائم پوست گورخری پس از بسته‌بندی بیشتر می‌شود [42].

برای پیشگیری از این تغییرات پوستی، توصیه می‌شود:

  • میوه‌ها پس از تیمار سبززدایی و پیش از بسته‌بندی، دست‌کم ۱۲ ساعت در اتمسفری بدون اتیلن نگهداری شوند.
  • برداشت میوه‌ها ۵ تا ۷ روز پس از بارندگی به تأخیر افتد، زیرا افزایش تورژسانس پوست می‌تواند این آسیب را تشدید کند [43].

شکل ۲.
اختلال پوستی «پوست گورخری» (Zebra skin) ناشی از سایش مکانیکی در خط بسته‌بندی.

اولئوسلوزیس (Oleocellosis) یکی از مهم‌ترین اختلالات پوستی پس از برداشت در مرکبات است. این عارضه معمولاً به دلیل آسیب‌های مکانیکی به سلول‌های پوست در هنگام برداشت یا در خطوط بسته‌بندی ایجاد می‌شود. سلول‌های آسیب‌دیده روغن آزاد می‌کنند که برای سلول‌های پریکارپ سمی (فتوتوکسیک) است و باعث ایجاد نواحی قهوه‌ای‌رنگ در پوست میوه می‌شود. مرکبات فصل زودرس نسبت به اولئوسلوزیس حساسیت بیشتری دارند [44].

زمانی که میوه تحت تیمار سبززدایی قرار می‌گیرد، آسیب‌های مکانیکی ایجادشده در زمان برداشت و حین انتقال میوه از باغ به سالن‌های بسته‌بندی می‌تواند به بروز اولئوسلوزیس منجر شود. سلول‌های آسیب‌دیده‌ای که در آنها نشت روغن رخ می‌دهد، طی فرایند سبززدایی تغییر رنگ نمی‌دهند و همین امر باعث باقی ماندن نواحی سبز در پوست میوه می‌شود (شکل ۳).

علاوه بر این، هرچه سلول‌های پوست میوه تورژسانس (turgidity) بیشتری داشته باشند، حساسیت میوه به آسیب مکانیکی بیشتر خواهد بود و احتمال بروز اولئوسلوزیس افزایش می‌یابد. رطوبت بالای محیط، روزهای بارانی یا آبیاری بیش از حد می‌تواند موجب افزایش تورژسانس پوست شود. به همین دلیل توصیه می‌شود:

  • از برداشت پس از بارندگی یا چیدن میوه در اوایل صبح (به دلیل وجود شبنم) خودداری شود.
  • پس از برداشت، میوه‌ها به مدت ۲۴ ساعت پیش از جابه‌جایی در ظروف نگهداری شوند [45].

علاوه بر شرایط محیطی، رقم میوه نیز عامل مهمی در بروز این اختلال است. هرچه تراکم حفره‌های روغنی، حجم آنها و موقعیت‌شان در پریکارپ بیشتر باشد، احتمال بروز اولئوسلوزیس افزایش می‌یابد [46].

شکل ۳.
علائم اولئوسلوزیس پس از تیمار سبززدایی.

اختلال فیزیولوژیکی دیگری که می‌تواند در اثر سبززدایی پس از برداشت تشدید شود، تجزیه پوست در انتهای دم میوه (Stem-End Rind Breakdown – SERB) است.

علائم SERB باعث می‌شوند که بافت پوست اطراف کلاله (کالیکس) دچار ریزش، تیرگی و فرورفتگی شود (شکل ۴). SERB عمدتاً به دلیل از دست رفتن بیش از حد آب ایجاد می‌شود و معمولاً بین ۲ تا ۷ روز پس از نگهداری در سردخانه و بسته‌بندی ظاهر می‌گردد. میوه‌هایی که دچار این عارضه می‌شوند، بیشتر مستعد پوسیدگی هستند.

میوه‌های دارای پوست نازک که در محیط‌های مرطوب مانند فلوریدا رشد می‌کنند، نسبت به میوه‌های با پوست ضخیم که در مناطق خشک پرورش می‌یابند، حساسیت بیشتری به SERB دارند [47]. برای جلوگیری از این عارضه، توصیه می‌شود میوه‌ها پس از سبززدایی و قبل از بسته‌بندی به مدت ۱۲ تا ۲۴ ساعت نگهداری شوند.

همچنین اثرات مفیدی از اتیلن بر روی میوه گزارش شده است؛ به‌عنوان مثال، اتیلن در تشکیل موم جدید نقش دارد. این هورمون همچنین باعث افزایش مقدار کل موم اپیکوتیکولار نرم در میوه‌های مرکبات رسیده می‌شود که در نتیجه:

  • تعرق کاهش می‌یابد،
  • تعادل آب حفظ می‌شود،
  • و تبادل گاز در گیاه تنظیم می‌گردد [48].

شکل ۴.
آسیب تجزیه پوست در انتهای دم میوه (Stem-end rind breakdown – SERB)

۳.۳. اختلالات پاتولوژیک

گزارش شده است که سبززدایی می‌تواند بروز برخی از قارچ‌ها را تشدید کند. با این حال، اثر این تیمار به شرایط فرآیند بستگی دارد.

اثر سبززدایی بر رشد گونه‌های Penicillium وابسته به دمای انجام تیمار است. زمانی که سبززدایی در دمای ۲۰–۲۲ درجه سانتی‌گراد (شرایط منطقه مدیترانه) انجام می‌شود، میزان بروز پنیسیلیوم افزایش می‌یابد زیرا این دما تقریباً بهینه‌ترین دما برای رشد این قارچ است [21]. با این حال، زمانی که تیمار در دماهای بالاتر ۲۸–۲۹ درجه سانتی‌گراد مانند شرایط فلوریدا انجام می‌شود، فعالیت این قارچ مهار می‌شود [49]. در این شرایط، سبززدایی حتی می‌تواند به‌عنوان یک فرآیند درمانی عمل کرده و میزان آلودگی به پنیسیلیوم را کاهش دهد. همچنین گزارش شده است که شیوع پنیسیلیوم در میوه‌های سبززدایی‌شده وابسته به میزان رسیدگی میوه است و میوه‌های رسیده‌تر معمولاً شدت آلودگی بیشتری نشان می‌دهند [50].

پس از سبززدایی، به‌طور سنتی میوه‌های آلوده به پنیسیلیوم به‌صورت دستی جداسازی می‌شدند، اما اخیراً روش‌های بینایی مصنوعی و تصویربرداری ابرطیفی برای شناسایی زودهنگام میوه‌های آلوده توسعه یافته است [51]. علاوه بر جداسازی و حذف میوه‌های آلوده، انجام شست‌وشو، ضدعفونی و تیمارهای ضدقارچی ویژه قبل از سبززدایی به‌شدت توصیه می‌شود.

سبززدایی همچنین می‌تواند بروز آنتراکنوز را افزایش دهد، زیرا اتیلن باعث جوانه‌زنی کنیدی‌ها، تشکیل آپرسوریوم و جوانه‌زنی Colletotrichum gloeosporioides می‌شود که در نتیجه‌ی دسترس‌پذیرتر شدن مواد غذایی در سطح میوه رخ می‌دهد [52]. توسعه این بیماری به غلظت اتیلن و مدت زمان تیمار بستگی دارد [53].

بیماری دیگری که با سبززدایی مرتبط است، پوسیدگی انتهای دم میوه (Stem-end rot – SER) است که توسط قارچ Diplodia natalensis ایجاد می‌شود. این بیماری از عفونت‌های نهفته این قارچ در بافت نکروتیک دکمه میوه آغاز می‌شود. پس از برداشت، این قارچ فعال شده و از طریق روزنه‌های طبیعی که بین میوه و دکمه در هنگام جداسازی (ریزش) تشکیل می‌شوند، میوه را آلوده می‌کند [54]. میزان بروز SER می‌تواند توسط تیمار سبززدایی، به‌ویژه زمانی که دما نزدیک به ۳۰ درجه سانتی‌گراد باشد و غلظت اتیلن بالا باشد، افزایش یابد [37].

۴. اثر سبززدایی بر ترکیبات زیست‌فعال

امروزه مصرف‌کنندگان علاوه بر ظاهر جذاب میوه، انتظار کیفیت حسی و تغذیه‌ای بالا را نیز دارند. میوه‌های مرکبات به دلیل دارا بودن مقادیر بالای ترکیبات زیست‌فعال با خاصیت آنتی‌اکسیدانی، به‌خاطر مزایای سلامتی‌بخش خود شناخته شده‌اند. فعالیت آنتی‌اکسیدانی در مرکبات هم به بخش محلول در آب (شامل ویتامین C و پلی‌فنول‌ها) و هم به بخش غیرقطبی که شامل کاروتنوئیدها است مربوط می‌شود. با وجود این باور رایج که اتیلن تأثیر کمی بر فرآیندهای رسیدگی داخلی مرکبات دارد، بررسی‌های نظام‌مند در این زمینه انجام نشده است [55].

از نظر پارامترهای فیزیکوشیمیایی مانند سفتی بافت، مواد جامد محلول کل (TSS) و اسیدیته، گزارش‌های متعددی نشان داده‌اند که کاربرد اتیلن این ویژگی‌ها را در ارقام مختلف مرکبات تغییر نمی‌دهد [27، 55، 56، 57]. با این حال، اثر سبززدایی بر این ویژگی‌ها می‌تواند وابسته به رقم باشد. در مطالعه‌ای که سه رقم زودرس مرکبات را مقایسه کرد، تنها در ماندارین ‘اُواری’ میوه‌های سبززدایی‌شده (۲ پی‌پی‌ام، ۲ تا ۸ روز) نرمی بیشتر و TSS بالاتری نسبت به میوه‌های سبززدایی‌نشده داشتند [58].

در مرکبات، ویتامین C مهم‌ترین ترکیب آنتی‌اکسیدانی محلول در آب و یک عامل کاهنده‌ی عالی به شمار می‌رود [59]. مقدار ویتامین C در مرکبات بسته به مرحله رسیدگی و همچنین عوامل پیش‌برداشت و پس‌برداشت متغیر است. مطالعات بسیاری بر بررسی اثر سبززدایی بر محتوای ویتامین C متمرکز بوده‌اند. برای نمونه، Sdiri و همکاران [6] هیچ کاهش معناداری در ویتامین C ماندارین‌های ‘Clemenules’ و ‘Clemenpons’ پس از تیمار با اتیلن (۲ پی‌پی‌ام) به مدت ۴۸، ۷۲ یا ۱۲۰ ساعت مشاهده نکردند. Mayuoni و همکاران [55] نیز در بررسی چندین رقم مرکبات دریافتند که سبززدایی تا ۷۲ ساعت تأثیری بر ویتامین C گریپ‌فروت ‘Star Ruby’ و ماندارین ‘Satsuma’ ندارد. تنها در پرتقال ‘Navel’ پس از ۷۲ ساعت کاهش جزئی مشاهده شد که به دوره ذخیره‌سازی پس از سبززدایی نسبت داده شد.

همچنین در پرتقال ‘Navelina’ و هفت رقم زودرس ماندارین، هیچ تفاوتی بین میوه‌های سبززدایی‌شده (۲ پی‌پی‌ام، ۱۲۰ ساعت) و شاهد پس از انبارداری سرد شبیه‌سازی‌شده برای شرایط قرنطینه (۱°C به مدت ۱۶ روز + ۷ روز در ۲۰°C) مشاهده نشد [24]. در ماندارین ‘Batu-55’ نیز تیمار ۲۴ ساعته با اتیلن (۱، ۳ یا ۵ پی‌پی‌ام) محتوای ویتامین C را تغییر نداد [60]. برای گریپ‌فروت ‘Star Ruby’ نیز گزارشی از اختلاف در ویتامین C بین میوه سبززدایی‌شده و شاهد پس از ۲۱ روز ذخیره‌سازی در ۱۰°C و ۱۴ روز در ۲۰°C وجود نداشت [56].

با این حال، برخی مطالعات گزارش کرده‌اند که اتیلن می‌تواند باعث افزایش ویتامین C شود. Chaudhary و همکاران [57] در گریپ‌فروت ‘Rio Red’ پس از ۳۵ روز ذخیره‌سازی در ۱۱°C، در میوه‌های سبززدایی‌شده (۳٫۵ پی‌پی‌ام، ۷۲ ساعت) ویتامین C بیشتری نسبت به شاهد یافتند. همچنین Sdiri و همکاران [61] افزایش خفیفی در L-دهیدرواسکوربیک اسید در ماندارین‌های سبززدایی‌شده ‘Clemenules’ و ‘Clemenpons’ پس از شبیه‌سازی دوره قفسه (۲۰°C، ۷ روز) گزارش کردند. این افزایش ممکن است به دلیل بیان غالب ژن L-galactose-1-phosphatephosphatase (GPP)، آنزیمی مرتبط با سنتز ویتامین C، باشد [59].

اتیلن بر آنزیم‌های دخیل در مسیرهای متابولیکی گیاه مانند فنيل‌آلانین آمونیا-لیاز (PAL) (اولین آنزیم مسیر فنيل‌پروپانوئید) و شالکون سنتاز (CHS) اثر می‌گذارد [62]. درباره ترکیبات فنولی (فلاوانون‌ها، فلاون‌ها، پلی‌متوکسی فلاون‌ها، فلاوانول‌ها، اسیدهای هیدروکسی‌بنزوئیک و اسیدهای هیدروکسی‌سینامیک)، هیچ اثری از اتیلن در پرتقال‌های ‘Navel’ و ‘Valencia Delta’، ماندارین ‘Batu-55’ و گریپ‌فروت ‘Star Ruby’ گزارش نشده است [55، 56، 60، 63].

با این وجود، برخی مطالعات افزایش ترکیبات فنولی را گزارش کرده‌اند. برای مثال، آبلیموی ‘Fino’ حاصل از میوه‌های سبززدایی‌شده محتوای فنول کل بیشتری نسبت به میوه‌های شاهد داشت [19]. در گریپ‌فروت ‘Rio Red’ نیز میوه‌های سبززدایی‌شده لیمونین و فلاونوئید بیشتری و در مقابل فوروکومارین کمتر (به‌ویژه ۶–۷-دی‌هیدروکسی‌برگاموتین) نسبت به میوه‌های شاهد داشتند [57]. هرچند در پایان دوره ذخیره‌سازی (۲۱ روز در ۱۱°C + ۱۴ روز در ۲۱°C)، تفاوتی میان نمونه‌ها مشاهده نشد.

در مورد کاروتنوئیدها، با اینکه معلوم شده اتیلن تجمع آن‌ها را در پوست میوه افزایش می‌دهد [12]، اطلاعات کمی درباره اثر آن بر محتوی کاروتنوئید در کیسه‌های آبدار (juice sacs) وجود دارد. Matsumoto و همکاران [17] نشان دادند که سنتز کاروتنوئید در مرکبات به دما وابسته و بافت-ویژه است. ذخیره‌سازی در ۲۰°C باعث افزایش کاروتنوئید در فلوئدو و حفظ سطح آن در کیسه‌های آبدار شد، در حالی که ذخیره‌سازی در ۵°C و ۳۰°C کاروتنوئید فلوئدو را کمی افزایش ولی در کیسه‌های آبدار کاهش داد. هیچ اثر اتیلن خارجی بر کاروتنوئیدهای کیسه‌های آبدار در ۲۰°C و ۵°C مشاهده نشد. همچنین Chaudhary و همکاران [16] گزارش کردند که اتیلن محتوای بتاکاروتن و لیکوپن در آب گریپ‌فروت ‘Star Ruby’ را طی سبززدایی تغییر نمی‌دهد.

نتیجه‌گیری: بر اساس یافته‌های اخیر، می‌توان گفت که تیمار سبززدایی ابزاری مؤثر برای بهبود رنگ پوست میوه‌های زودرس مرکبات است بدون اینکه اثرات منفی قابل‌توجهی بر کیفیت تغذیه‌ای آن‌ها داشته باشد.

۵. کیفیت حسی میوه‌های مرکبات سبززدایی‌شده

برخی مطالعات نشان داده‌اند که سبززدایی می‌تواند کیفیت طعم میوه‌های مرکبات را تحت تأثیر قرار دهد [55، 64، 65]. گاهی اوقات، هدف از عدم استفاده از سبززدایی، تمایز میوه‌های مرکبات با کیفیت ارگانولپتیک بالاتر بوده است، مانند نشان جغرافیایی محافظت‌شده (PGI) ‘Clémentine de Corse’ [66]. با این حال، مطالعات دیگر گزارش کرده‌اند که تیمار سبززدایی تحت شرایط استاندارد تأثیری بر کیفیت حسی مرکبات ندارد [6، 18، 67]. تغییر در کیفیت ارگانولپتیک میوه‌های سبززدایی‌شده عمدتاً به دمای پایین در دوره نگهداری پس از سبززدایی مربوط می‌شود [68].

در مرکبات، ترکیبات فرار زیادی مسئول ایجاد طعم و عطر هستند. همچنین، ترکیب این ترکیبات فرار می‌تواند طعمی متفاوت از آنچه انتظار می‌رود از ترکیبات منفرد ایجاد کند [69]. مرکبات دارای پروفایل پیچیده‌ای از ترکیبات آلی فرار (VOCs) هستند و ممکن است ترکیبات پیچیده‌ای از حدود ۳۰۰ ترکیب فرعی مشاهده شود [70]. از این میان، آلدهیدها و استرها بیشترین تأثیر را بر عطر مرکبات دارند.

تغییرات در ترکیبات عطردار میوه‌های سبززدایی‌شده بسیار وابسته به رقم است. پروفایل ترکیبات فرار چندین رقم مرکبات پس از تیمار سبززدایی، ذخیره‌سازی ۱۶ روزه در ۱°C و دوره قفسه بررسی شده است [71]. در حالی که ترکیبات عطردار ‘Clemenules’ و ‘Navelina’ تحت تأثیر اتیلن قرار نگرفتند، ‘Oronules’ و ‘Clemenrubí’ در میوه‌های سبززدایی‌شده سطح بالاتری از برخی استرها مانند اتیل پروپیونات و اتیل اوکتانوآت نشان دادند. سایر ارقام مانند ماندارین‌های ‘Basol’ و ‘Prenules’ تغییرات اندکی ناشی از اتیلن نشان دادند. با این وجود، علیرغم تغییرات برخی ترکیبات فرار در این ارقام، هیچ تفاوتی در کیفیت حسی مشاهده نشد.

Mayuoni و همکاران [55] تأثیر کمی از تیمار سبززدایی (۴ پی‌پی‌ام، ۷۲ ساعت) بر ترکیبات فرار در آب پرتقال ‘Navel’، گریپ‌فروت ‘Star Ruby’ و ماندارین ‘Satsuma’ گزارش کردند. در حالی که اتیلن تأثیری بر طعم پرتقال و گریپ‌فروت نداشت، کمی کاهش در پذیرش حسی ماندارین‌ها مشاهده شد.

در سال‌های اخیر، چندین مطالعه هیچ اثر منفی سبززدایی بر ویژگی‌های حسی مرکبات گزارش نکرده‌اند. در ماندارین‌های ‘Owari’، ‘Clemenules’ و ‘Oronules’ و پرتقال ‘Navelina’، Morales و همکاران [58] نشان دادند که قرار گرفتن در معرض اتیلن (۲ پی‌پی‌ام به مدت ۲–۸ روز) تغییر قابل‌توجهی در ویژگی‌های حسی داخلی ایجاد نمی‌کند. در واقع، مصرف‌کنندگان تأثیر سبززدایی با اتیلن بر پارامترهای فیزیکوشیمیایی را تشخیص ندادند، اگرچه تفاوت‌های جزئی در مواد جامد محلول و اسیدیته در برخی ارقام مشاهده شد.

همچنین نشان داده شده است که تیمار سبززدایی با اتیلن تمایل مصرف‌کننده به خرید را افزایش می‌دهد. در لیموهای ‘Fino’، تحلیل حسی نشان داد که میوه‌های سبززدایی‌شده و سپس ذخیره‌شده تا ۲۸ روز در ۱۰°C سطح کلی پسند مشابهی با میوه‌های سبززدایی‌نشده داشتند. علاوه بر این، لیموهای سبززدایی‌شده به‌عنوان دارای عطر طبیعی لیموی بهتری نسبت به لیموهای شاهد درک شدند [19].

۶. نتیجه‌گیری

می‌توان نتیجه گرفت که تیمار سبززدایی پس از برداشت ابزاری بسیار مفید برای دستیابی به رنگ خارجی جذاب میوه‌های مرکبات است و می‌تواند فصل بازاریابی را به جلو بیندازد بدون آنکه کیفیت داخلی، طعم و ویژگی‌های تغذیه‌ای گوشت میوه تحت تأثیر قرار گیرد. با این حال، لازم است در نظر داشت که این تیمار باید با بیشترین دقت ممکن انجام شود تا از بروز اختلالات فیزیولوژیکی در پوست میوه جلوگیری شود. برای این منظور، تمام پارامترهای فرآیند باید با در نظر گرفتن رقم میوه مورد نظر و زمان بهینه برداشت تعیین شوند.

برای مطالعه متن اصلی به لینک مراجعه گردد.

منابع:

  1. 1. Tarancón P, Tárrega A, González M, Besada C. External quality of mandarins: Influence of fruit appearance characteristics on consumer choice. Food. 2021;10(9):2188. DOI: 10.3390/foods10092188
  2. 2. Carmona L, Zacarías L, Rodrigo MJ. Stimulation of coloration and carotenoid biosynthesis during postharvest storage of ‘Navelina’ orange fruit at 12°C. Postharvest Biology and Technology. 2012;74:108-117. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2012.06.021
  3. 3. Lafuente MT, Alférez F, Romero P. Postharvest ethylene conditioning as a tool to reduce quality loss of stored mature sweet oranges. Postharvest Biology and Technology. 2014;94:104-111. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2014.03.011
  4. 4. Lafuente MT, Sala JM, Zacarias L. Active oxygen detoxifying enzymes and phenylalanine ammonia-lyase in the ethylene-induced chilling tolerance in citrus fruit. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2004;52(11):3606-3611. DOI: 10.1021/jf035185i
  5. 5. González-Candelas L, Alamar S, Sánchez-Torres P, Zacarías L, Marcos JF. A transcriptomic approach highlights induction of secondary metabolism in citrus fruit in response to Penicillium digitatum infection. BMC Plant Biology. 2010;10(194). DOI: 10.1186/1471-2229-10-194
  6. 6. Sdiri S, Navarro P, Monterde A, Benabda J, Salvador A. New degreening treatments to improve the quality of citrus fruit combining different periods with and without ethylene exposure. Postharvest Biology and Technology. 2012;63(1):25-32. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2011.08.005
  7. 7. Barry CS, Giovannoni JJ. Ethylene and fruit ripening. Journal of Plant Growth Regulation. 2007;26:143. DOI: 10.1007/s00344-007-9002-y
  8. 8. Eaks IL. Respiratory response, ethylene production, and response to ethylene of citrus fruit during ontogeny. Plant Physiology. 1970;45:334-338
  9. 9. Alós E, Distefano G, Rodrigo MJ, Gentile A, Zacarías L. Altered sensitivity to ethylene in ‘Tardivo’, a late-ripening mutant of Clementine mandarin. Physiologia Plantarum. 2013;147:1300-1315. DOI: 10.1111/ppl.12133
  10. 10. Yin XR, Xie XL, Xia XJ, Yu JQ , Ferguson IB, Giovannoni JJ, et al. Involvement of an ethylene response factor in chlorophyll degradation during citrus fruit degreening. The Plant Journal. 2016;86(5):403-412. DOI: 10.1111/tpj.13178
  11. 11. Fujii H, Shimada T, Sugiyama A, Nishikawa F, Endo T, Nakano M, et al. Profiling ethylene-responsive genes in mature mandarin fruit using a citrus 22 K oligoarray. Plant Science. 2007;173:340-348. DOI: 10.1016/j.plantsci.2007.06.006
  12. 12. Rodrigo MJ, Zacarias L. Effect of postharvest ethylene treatment on carotenoid accumulation and the expression of carotenoid biosynthetic genes in the flavedo of orange (Citrus sinensis L. Osbeck) fruit. Postharvest Biology and Technology. 2007;43(1):14-22. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2006.07.008
  13. 13. Purvis AC, Barmore CR. Involvement of ethylene in chlorophyll degradation in peel of citrus fruits. Plant Physiology. 1981;68(4):854-856. DOI: 10.1104/pp.68.4.854
  14. 14. Cuquerella J, Salvador A, Martínez Jávega JM, Navarro P. Effect of quarantine cold treatment on early-season Spanish mandarins. Acta Horticulturae. 2005;682:743-748. DOI: 10.17660/ActaHortic.2005.682.97
  15. 15. Miller WM, Nelson B, Richard R, Ismail MA. Ethylene measurement and control in Florida citrus degreening. In: Integrated View of Fruit & Vegetable Quality. Florida: CRC Press; 2018. pp. 154-162
  16. 16. Chaudhary PR, Bang H, Jayaprakasha GK, Patil BS. Effect of ethylene degreening on flavonoid pathway gene expression and phytochemicals in Rio red grapefruit (Citrus paradisi Macf). Phytochemistry Letters. 2017;22:270-279. DOI: 10.1016/j.phytol.2017.09.016
  17. 17. Matsumoto H, Ikoma Y, Kato M, Nakajima N, Hasegawa Y. Effect of postharvest temperature and ethylene on carotenoid accumulation in the flavedo and juice sacs of Satsuma mandarin (Citrus unshiu Marc.) fruit. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2009;57(11):4724-4732. DOI: 10.1021/jf9005998
  18. 18. Martínez-Jávega JM, Monterde A, Navarro P, Salvador A. Response of new clementines to degreening treatment. Proceedings of the International Society of Citriculture. 2008;11:1342-1346
  19. 19. Serna-Escolano V, Giménez MJ, García-Pastor ME, Dobón-Suárez A, Pardo-Pina S, Zapata PJ. Effects of degreening treatment on quality and shelf-life of organic lemons. Agronomy. 2022;12(2):270. DOI: 10.3390/agronomy12020270
  20. 20. Porat R, Weiss B, Cohen L, Daus A, Goren R, Droby S. Effects of ethylene and 1-methylcyclopropene on the postharvest qualities of ‘Shamouti’ oranges. Postharvest Biology and Technology. 1999;15(2):155-163. DOI: 10.1016/S0925-5214(98)00079-9
  21. 21. Smilanick JL, Mansour MF, Sorenson D. Pre-and postharvest treatments to control green mold of citrus fruit during ethylene degreening. Plant Disease. 2006;90(1):89-96. DOI: 10.1094/PD-90-0089
  22. 22. Goedhals-Gerber LL, Khumalo G. Identifying temperature breaks in the export cold chain of navel oranges: A Western Cape case. Food Control. 2020;110:107013. DOI: 10.1016/j.foodcont.2019.107013
  23. 23. Zhang J, Timmer LW. Preharvest application of fungicides for postharvest disease control on early season tangerine hybrids in Florida. Crop Protection. 2007;26(7):886-893. DOI: 10.1016/j.cropro.2006.08.007
  24. 24. Sdiri S, Navarro P, Monterde A, Benabda J, Salvador A. Effect of postharvest degreening followed by cold-quarantine treatment on vitamin C, phenolic compounds and antioxidant activity of early-season citrus fruit. Postharvest Biology and Technology. 2012;65:13-21. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2011.10.010
  25. 25. Van Wyk AA, Huysamer M, Barry GH. Extended low-temperature shipping adversely affects rind colour of ‘Palmer Navel’ sweet orange [Citrus sinensis (L.) Osb.] due to carotenoid degradation but can partially be mitigated by optimising post-shipping holding temperature. Postharvest Biology and Technology. 2009;53:109-116. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2009.04.004
  26. 26. Sdiri S, Navarro P, Salvador A. Postharvest application of a new growth regulator reduces calyx alterations of citrus fruit induced by degreening treatment. Postharvest Biology and Technology. 2013;75:68-74. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2012.08.004
  27. 27. Ladaniya MS, Singh S. Use of ethylene gas for degreening of sweet orange (Citrus sinenesis Osbeck) cv. Mosambi Journal of Science and Industrial Research. 2001;60:662-667
  28. 28. Cohen E. The effect of temperature and relative humidity during degreening on the coloring of shamouti orange fruit. Journal of Horticultural Science. 1978;53:143-146
  29. 29. Wills RBH, Warton MA, Mussa DMDN, Chew LP. Ripening of climacteric fruits initiated at low ethylene levels. Australian Journal of Experimental Agriculture. 2001;41:89-92. DOI: 10.1071/EA00206
  30. 30. Cronjé PJR, Crouch EM, Huysamer M. Postharvest calyx retention of citrus fruit. International Society of Horticultural Science. 2005;628:369-376
  31. 31. Taylor JE, Whitelaw CA. Signals in abscission. The New Phytologist. 2001;15:323-339
  32. 32. Alhassan N, Golding JB, Wills RBH, Bowyer MC, Pristijono P. Long term exposure to low ethylene and storage temperatures delays calyx senescence and maintains afourer mandarins and navel oranges quality. Food. 2019;8:19
  33. 33. Deng L, Yin B, Yao S, Wang W, Zeng K. Postharvest application of oligochitosan and chitosan reduces calyx alterations of citrus fruit induced by ethephon degreening treatment. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2016;64:7394-7403. DOI: 10.1021/acs.jafc.6b02534
  34. 34. Salvador A, Navarro P, Monterde A, Martínez-Jávega JM. Postharvest application of auxins to control calyx senescence in clementines submitted to degreening treatment. Proceedings of the International Society Citriculture. 2008;11:1377-1382
  35. 35. Carvalho CP, Salvador A, Navarro P, Monterde A, Martinez-Jávega JM. Effect of auxin treatments on calyx senescence in the degreening of four mandarin cultivars. HortScience. 2008;43(3):747-752
  36. 36. Martínez-Jávega JM, Monterde A, Navarro P, Salvador A. Response of new Clementines to degreening treatment. In: Proceedings of Program and Abstracts, 11th International Citrus Congress (ISC Congress); 2008; Wuhan, China, 333.
  37. 37. Brown GE, Burns JK. Enhanced activity of abscission enzymes predisposes oranges to invasion by Diplodia natalensis during ethylene degreening. Postharvest Biology and Technology. 1998;14:217-227
  38. 38. Salvador A, Navarro P, Monterde A, Martínez-Jávega JM. Postharvest application of auxins to control calyx senescence in clementines submitted to degreening treatment. In: Proceedings of the International Society of Citriculture; Spain. 2011. pp. 1377-1382
  39. 39. Tormo DJ, Sdiri S, Conesa E, Navarro P, Salvador A. Application of 3,5,6-TPA under commercial conditions to control calyx senescence associated to degreening treatment. Acta Horticulturae. 2015;1065:1655-1661. DOI: 10.17660/ActaHortic.2015.1065.212
  40. 40. Pássaro C, Navarro P, Salvador A. Poscosecha. In: Garcés L, Corporación Universitaria Lasallista, editors. Cítricos: cultivo, poscosecha e industrialización. 2012. pp. 223-284
  41. 41. Krajewsky AJ. Pittaway. In: Barry GH, editor. Common Defects Associated with Degreening of Citrus. Nelspruit, South Africa: Citrus Research International (Pty) Ltd; 2002
  42. 42. Petracek PD, Kelsey DF, Grierson W. In: Wardowski W, Miller WM, Hall DJ, Grierson W, editors. Physiological Peel Disorders. Fresh Citrus Fruit. 2nd ed. Florida, USA: Florida Science Source, Inc; 2006. pp. 397-442
  43. 43. Albrigo LG. Water relations and citrus fruit quality. In: Sauls JW, Jackson LK, editors. Water Realations. Gainiville: University of Florida Fruit/Crops Department; 1975. pp. 41-48
  44. 44. Zheng Y, He S, Yi S, Zhou Z, Mao S, Zhao X, et al. Characteristics and oleocellosis sensitivity of citrus fruits. Scientia Horticulturae. 2010;123(3):312-317. DOI: 10.1016/j.scienta.2009.09.018
  45. 45. Lafuente MT, Zacarias L. Postharvest physiological disorders in citrus fruit. Ingentaconnect. 2006;9:1-9. DOI: 10.2212/spr.2006.1.2
  46. 46. Montero CRS, Schwarz LL, dos Santos LC, dos Santos RP, Bender RJ. Oleocellosis incidence in citrus fruit in response to mechanical injuries. Scientia Horticulturae. 2012;134:227-231. DOI: 10.1016/j.scienta.2011.10.026
  47. 47. Ritenour MA, Dou H. Stem-End Rind Breakdown of Citrus Fruit: HS936/HS193, 7/2003.EDIS, 2003, 13.
  48. 48. Cajuste JF, González-Candelas L, Veyrat A, García-Breijo FJ, Reig-Armiñana JR, Lafuente M. Epicuticular wax content and morphology as related to ethylene and storage performance of ‘Navelate’ orange fruit. Postharvest Biology and Technology. 2010;55:29-35
  49. 49. Ritenour MA, Miller WM, Wardowski WW. Recommendations for Degreening Florida Fresh Citrus Fruits. Circular 1170. Horticultural Sciences Department. 2003. Florida Cooperative Extension Service, IFAS, University of Florida, Gainesville.
  50. 50. Moscoso-Ramírez PA, Palou L. Effect of ethylene degreening on the development of postharvest penicillium molds and fruit quality of early season citrus fruit. Postharvest Biology and Technology. 2014;91:1-8. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2013.12.008
  51. 51. Lorente D, Escandell-Montero P, Cubero S, Gómez-Sanchís J, Blasco J. Visible–NIR reflectance spectroscopy and manifold learning methods applied to the detection of fungal infections on citrus fruit. Journal of Food Engineering. 2015;163:17-24. DOI: 10.1016/j.jfoodeng.2015.04.010
  52. 52. Wild BL. Ethylene gas burn of Washington navel oranges-a form of anthracnose induced by degreening and controlled by brushing or applying fungicides. Australian Journal of Experimental Agriculture. 1990;30(4):565-568. DOI: 10.1071/EA9900565
  53. 53. Tuset JJ, Garcia J, Hinarejos C. Effect of intermittent Degreening Method on Decay of Satsuma Mandarin. In: Goren R, Mendel K, editors. Proceeding of the Sixth International Citrus Congress. 1988. pp. 1461-1465
  54. 54. Zhang J. Lasiodiplodia theobromae in Citrus Fruit (Diplodia Stem-End Rot). In: Bautista-Baños S, editors. Postharvest Decay Control Strategies. Academic Press; 2014. p. 309-335. DOI: 10.1016/B978-0-12-411552-1.00010-7
  55. 55. Mayuoni L, Tietel Z, Patil BS, Porat R. Does ethylene degreening affect internal quality of citrus fruit? Postharvest Biology and Technology. 2011;62:50-58. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2011.04.005
  56. 56. Chaudhary P, Jayaprakasha GK, Porat R, Patil BS. Degreening and postharvest storage influences ‘Star Ruby’ grapefruit (Citrus paradisi Macf.) bioactive compounds. Food Chemistry. 2012;135:1667-1675. DOI: 10.1016/j.foodchem.2012.05.095
  57. 57. Chaudhary PR, Jayaprakasha GK, Patil BS. Ethylene degreening modulates health promoting phytochemicals in Rio Red grapefruit. Food Chemistry. 2015;188:77-83. DOI: 10.1016/j.foodchem.2015.04.044
  58. 58. Morales J, Tárrega A, Salvador A, Navarro P, Besada C. Impact of ethylene degreening treatment on sensory properties and consumer response to citrus fruits. Foodservice Research International. 2020;127:108641. DOI: 10.1016/j.foodres.2019.108641
  59. 59. Mditshwa A, Magwaza LS, Tesfay SZ, Opara UL. Postharvest factors affecting vitamin C content of citrus fruits: A review. Scientia Horticulturae. 2017;218:95-104. DOI: 10.1016/j.scienta.2017.02.024
  60. 60. Kailaku SI, Nurjanah R, Jamal IB, Broto W. The effect of degreening on antioxidants of tangerine cv. Batu-55. In: IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. Vol. 542. 2020. p. 012018
  61. 61. Sdiri S, Navarro P, Ben Abda J, Monterde A, Salvador A. Antioxidant activity and vitamin C are not affected by degreening treatment of clementine mandarins. Acta Horticulturae. 2012;934:893-899. DOI: 10.17660/ActaHortic.2012.934.119
  62. 62. El-Kereamy A, Chervin C, Roustan JP, Cheynier V, Souquet JM, Moutounet M, et al. Exogenous ethylene stimulates the long-term expression of genes related to anthocyanin biosynthesis in grape berries. Physiologia Plantarum. 2003;119:175-182. DOI: 10.1034/j.1399-3054.2003.00165.x
  63. 63. Pereira GDS, Machado FLDC, Costa J. Quality of ‘Valencia Delta’ orange after degreening and coating with wax. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental. 2016;20:936-940. DOI: 10.1590/1807-1929/agriambi.v20n10p936-940
  64. 64. Poole ND, Gray K. Quality in citrus fruit: To degreen or not degreen? British Food Journal. 2002;104:492-505. DOI: 10.1108/00070700210418730
  65. 65. Baldwin EA, Bai J, Plotto A, Ritenour MA. Citrus fruit quality assessment; producer and consumer perspectives. Stewart Postharvest Rev. 2014;10:1-7
  66. 66. Belmin R, Casabianca F, Meynard JM. Contribution of transition theory to the study of geographical indications. Environmental Innovation and Societal Transitions. 2018;27:32-47. DOI: 10.1016/j.eist.2017.10.002
  67. 67. Tietel Z, Weiss B, Lewinsohn E, Fallik E, Porat R. Improving taste and peel color of early-season Satsuma mandarins by combining high-temperature conditioning and degreening treatments. Postharvest Biology and Technology. 2010;57(1):1-5. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2010.01.015
  68. 68. Tietel Z, Plotto A, Fallik E, Lewinsohn E, Porat R. Taste and aroma of fresh and stored mandarins. Journal of the Science of Food and Agriculture. 2011;91:14-23. DOI: 10.1002/jsfa. 4146
  69. 69. Chambers E, Koppel K. Associations of volatile compounds with sensory aroma and flavor: The complex nature of flavor. Molecules. 2013;18(5):4887-4905. DOI: 10.3390/molecules18054887
  70. 70. González-Mas MC, Rambla JL, Alamar MC, Gutiérrez A, Granell A. Comparative analysis of the volatile fraction of fruit juice from different Citrus species. PLoS One. 2011;6(7):e22016. DOI: 10.1371/journal.pone.0022016
  71. 71. Sdiri S, Rambla JL, Besada C, Granell A, Salvador A. Changes in the volatile profile of citrus fruit submitted to postharvest degreening treatment. Postharvest Biology and Technology. 2017;133:48-56. DOI: 10.1016/j.postharvbio.2017.07.001

برچسب ها:

برندهای معتبر

لینک های تحقیقاتی

در بخشهای آموزشی وب سایت می توانید مقالات و ویدئوهای مربوط به راه اندازی سردخانه، نگهداری میوه و تعمیرات سردخانه را بیابید.

تماس سریع

    با پشتوانه تجربه کاری و دانش فنی در زمینه ساخت ، نصب و مدیریت واحدهای سردخانه به شکل بهینه و علمی سعی در کمک به علاقه مندان به این صنعت پویا و روبه رشد را داریم. بیشتر بدانید

    آدرس: اصفهان، بلوار آتشگاه، بعد از کوچه 51، جنب بانک صادرات

    تلگرام

    اینستاگرام

    واتساپ

    فیسبوک